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Dynamique et structure des corps lipidiques
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Mots-clés :Corps lipidiques, oléosomes, dynamique, fonction, protéomique, cristallographie, biophysique, protéines peu solubles, Interactions protéiques, Lipides à façon, Arabidopsis thaliana, Brassica napus, Saccharomyces cerevisiae, Yarrowia lipolytica, Streptomyces.

Ecole(s) doctorale(s) de rattachement : ED 435 ABIES

 


Contacts :

Institut Jean-Pierre Bourgin, UMR1318 INRA-AgroParisTech

INRA Centre de Versailles-Grignon
Route de St-Cyr (RD10)
78026 Versailles Cedex France

tél : +33 (0)1 30 83 30 00 - fax : +33 (0)1 30 83 33 19



 

Thierry Chardot
Directeur de recherche
Responsable de l'équipe

Isabelle Bouchez-Mahiout
Ingénieur, ACP

Sabine d'Andréa
Maître de Conférences
AgroParisTech

Carine Deruyffelaere
Technicien

Christelle Louis-Mondésir
Adjointe technique de recherche AgroParisTech

 

Martina Tylichova
Chercheur Université d'Olomouc
Collaboration du 3/10/11 au 31/12/16

 

 

 

 

 

 

 

Pierre Briozzo
Professeur Première Classe  AgroParisTech

 

Yann Gohon
Maître de Conférences AgroParisTech

Michel Canonge
Technicien

 

Franck Jagic
Technicien

David Kopecny
Chercheur Université d'Olomouc
Collaboration du 3/10/11 au 31/12/16

 

 

 

 

 

 

Anciens membres
de l'équipe

 

 


Résumé :

L’équipe « Dynamique et structure des corps lipidiques » allie les compétences de biologistes cellulaires, de biochimistes et de biophysiciens. Elle s’intéresse aux oléosomes, organites de stockage des lipides de réserve de plantes (Arabidopsis thaliana et Brassica napus), et de levures (Saccharomyces cerevisae et Yarrowia lipolytica). Les approches mises en œuvre vont de l’identification des protéines et des lipides, aux études de biologie structurale, d’interactions et de fonction. Notre but est d’accroître les connaissances génériques sur les protéines des oléosomes (structure, organisation, rôle). Nous cherchons aussi à répondre à des questions plus finalisées ou d’intérêt pour la communauté scientifique avec des approches originales de solubilisation et d’étude de protéines membranaires. Les questions finalisées abordées concernent la modulation de la quantité et de la nature des lipides produits et la facilitation de l’extraction des réserves lipidiques des graines dans le contexte de la « chimie verte ».
Nous mettons aussi notre expertise de détermination de structure de protéines par cristallographie au service de la communauté scientifique. Les principales structures résolues par l’équipe concernent des kinases bactériennes et des oxydases végétales


Résultats marquants :

Les lipides ont une très grande importance dans le métabolisme des cellules. Composants majeurs des membranes biologiques, ils sont aussi impliqués dans la transduction du signal et représentent une forme de stockage d’énergie très efficace. Ainsi, les graines des végétaux dits oléagineux contiennent de très grandes quantités de lipides qui seront mobilisés pour la croissance de la plantule après germination. Les huiles produites à partir de ces graines (colza, tournesol, soja…) sont largement utilisées à la fois en alimentation (humaine et animale) et en chimie verte (pour des usages chimiques ou énergétiques). Les besoins mondiaux en huiles ne cessent de croître (quasi doublement sur la dernière décennie) et cette demande accrue s’accompagne d’une exigence qualitative pour mieux adapter la composition des huiles à leurs usages. Dans ce contexte, notre équipe prend part à différents axes d’innovation, allant de l’ingénierie des voies de synthèse et de stockage des lipides chez les plantes et les levures, à l’étude des mécanismes de stabilisation/déstabilisation des gouttelettes lipidiques intracellulaires.

 

La plupart des enzymes de l’accumulation des lipides neutres des graines ont été identifiées (Baud et al., 2002; Li-Beisson et al., 2010) mais les bases structurales de leur spécificité restent inconnues. Leur localisation subcellulaire est aussi sujette à controverse. Les lipides de réserve sont stockés dans des gouttelettes intracellulaires, les corps lipidiques (CLs) qui ont longtemps été considérés comme des inclusions inertes. Ils commencent à être considérés comme des organites, mais restent absents de la plupart des schémas de cellules trouvés dans la littérature. Ces organites partagent une structure commune (un cœur de lipides neutres entouré par une monocouche de phospholipides, dans laquelle on trouve différentes protéines. Les CLs de levures et d’animaux possèdent majoritairement des enzymes ou des protéines impliquées dans le métabolisme des lipides, et aussi dans le transport subcellulaire (Athenstaedt et al., 2006; Grillitsch et al., 2011; Bouchez et al., 2015). Chez les végétaux, les CLs de graines matures contiennent majoritairement des oléosines (Figure 1), qui, grâce à leur caractère amphiphile stabilisent cette émulsion naturelle (Tzen et al., 1993; Froissard et al., 2009; Gohon et al., 2011; Jolivet et al., 2013; Boulard et al., 2015). La plupart des études de protéomique ont jusqu’à présent été réalisées sur des CLs provenant de graines matures, à l’aide de procédures de purification drastiques (Tzen et al., 1997) qui éliminent de nombreuses protéines impliquées dans la dynamique de l’organite. Les CLs de graines apparaissent donc comme des organites quiescents contenant un ensemble limité de protéines (Jolivet et al., 2004), majoritairement les oléosines. Leur accumulation détermine la taille des CLs et les quantités de lipides stockés (Siloto et al., 2006) et leurs différentes isoformes semblent être spécialisées lors du développement de la graine (Miquel et al., 2014). La structure 3D des oléosines est inconnue et ces protéines, portent différentes modifications post traductionnelles (PTM) (Jolivet et al., 2009; Hsiao and Tzen, 2011; Vermachova et al., 2011; Deruyffelaere et al., 2015), dont l’étendue ainsi que l’impact sur la dynamique des CLs ne sont pas entièrement connus. L’idée que, contrairement aux CLs de microbes et d’animaux, les CLs de plantes ne sont pas des organites dynamiques est très certainement fausse.
Les approches mises en œuvre dans l’équipe vont de l’identification des protéines (protéomique, méthodes immunochimique) et des lipides (identification et caractérisation des classes de lipides, analyses d’acides gras), aux études de biologie structurale (repliement, forme des protéines, structure 3D, organisation des lipides, taille d’émulsions), et d’interactions et de fonction (protéines et enzymes liées aux lipides). Les modèles utilisés sont principalement la plante modèle A. thaliana (sauvages, mutants), les plantes de cultures sont le colza et la caméline (sauvages, variants).
Nous désirons comprendre la dynamique des CLs (remplissage, mobilisation des lipides, association avec des protéines et des compartiments subcellulaires). Les CLs sont aussi une émulsion, dont nous voulons comprendre les déterminants de la stabilité, à des fins d’usages ultérieurs en alimentation ou en chimie. Au travers de l’étude d’enzymes (structure fonction) de la voie de biosynthèse des lipides de réserve et des protéines associées aux CLs, ainsi que de leurs PTMS, nous avons pour ambition de moduler la nature et la quantité des lipides produits (biologie de synthèse), aussi bien que de faciliter leur extraction, et ce dans le cadre de la chimie verte, tout en préservant la qualité des protéines de réserve.
Depuis 2004 nous avons publié plus de 40 articles, dirigé 6 thèses (1 en cours), et participé à 6 projets ANR (2 en coordination) sur ces thèmes. Nos recherches suivent 4 axes
.

Dynamique des corps lipidiques (CLs) : S d’Andréa, I Bouchez, T Chardot, C Deruyffelaere, M Froissard*

Dans les graines germées, on sait que la dégradation des oléosines accompagne l’hydrolyse des triglycérides de réserve, mais le rôle de la dégradation des oléosines durant la mobilisation des lipides reste inconnu. Les résultats de l’équipe (Deruyffelaere et al., 2015) montrent que la dégradation des oléosines précède la mobilisation des lipides lors de la germination. Les mécanismes de dégradation des oléosines dans les graines en germination sont très mal connus. Chez le sésame, l’ubiquitination a été observée chez les oléosines après la germination, mais le type de modification reste inconnu (Hsiao and Tzen, 2011). Nous avons décrit pour la première fois l’ubiquitination d’oléosines chez des plantules d’A. thaliana à l’aide d’anticorps spécifiques et de méthodes de protéomique. Les oléosines portent trois modifications distinctes et exclusives (addition d’une seule ubiquitine ou de deux ubiquitines liées par K48 ou par K63) (Figure 2). Nous avons démontré que l’addition d’une diubiquitine liée par K48 marque les oléosines pour une dégradation par le protéasome. Les oléosines ainsi modifiées sont extraites de la surface des CLs avant d’atteindre le protéasome cytosolique. L’inhibition du protéasome ralentit l’hydrolyse des lipides, suggérant que la dégradation des oléosines est requise pour induire ou faciliter l’action des enzymes lipolytiques. L’addition d’une diubiquitine K63 ne conduit pas les oléosines à une dégradation par le protéasome, ce qui suggère l’existence de plusieurs voies de dégradation des CLs.
Une des originalités des approches menées par l’équipe est l’utilisation de modèles microbiens en complément des études réalisées chez les plantes. La levure nous a permis d’identifier une voie du trafic intracellulaire pouvant être impliquée dans la dynamique des corps lipidiques. Il s’agit du complexe d’attachement « HOPS », localisé sur la vacuole et impliqué dans la fusion endosome-vacuole ou vacuole-vacuole via Ypt7p, des protéines SNARE (dont Vam3p et Vam7p) et des protéines VPS (dont Vps39p et Vps41p). Nous avons également identifié une sous-unité de la pompe à proton vacuolaire VATPase, Vma13p, comme possible partenaire de Ypt7p dans cette dynamique (Bouchez et al., 2015).

 

 

Investigations structurales sur les protéines associées aux corps lipidiques (CLs) : P BriozzoT Chardot, Y Gohon, P Jolivet*, F Jagic, M Froissard* R Tâche*

Etudier la structure des oléosines est très difficile car ces protéines sont très hydrophobes et insérées dans une monocouche de phospholipides. L’utilisation de polymères amphiphiles et de détergents conventionnels nous ont permis de maintenir solubles en milieux aqueux et dans des conditions définies (> 20 min à 200 000 x g) les oléosines recombinantes purifiées. Ceci nous a permis d’obtenir pour la première fois des données structurales par Dichroïsme Circulaire par Rayonnement Synchrotron (SRCD) fiables sur les oléosines solubilisées (Gohon et al., 2011). Nous avons aussi exprimé les oléosines dans un environnement natif, les CLs de S. cerevisiae dont la taille est compatible avec le SRCD. Ceci nous a permis d’obtenir des jeux de données cohérents sur des oléosines à différentes échelles, et de proposer un modèle original (Figure 3) dans lequel la région hydrophobe des oléosines est repliée en feuillet ß (Gohon et al., 2011; Vindigni et al., 2013).

L’oléosome, une émulsion naturelle : S d’Andréa, T Chardot, P Jolivet*


Les lipides sont stockés dans les graines oléagineuses sous forme d’une émulsion extrêmement stable, entourée de protéines spécifiques, les oléosines, et enrichie en vitamines et stérols. L’extraction industrielle des huiles (chaleur, solvants) détruit la structure des corps lipidiques qui sont riches en vitamines et stérols (Miquel et al., 2011). Les corps lipidiques, extraits dans l’eau, conservent leur structure et leur composition naturelle extrêmement stable, et sont une source riche en lipides et vitamines (Fisk et al., 2006; Boulard et al., 2015). Cette stabilité peut être affectée de différentes manières. Lors d’une étude récente, nous avons étudié finement les CLs de graines de colza de 96 accessions différentes, en lien avec l’extractibilité de l’huile. Nous avons montré que la composition, le diamètre et la stabilité des CLs dépendent des accessions de colza étudiées (figure 4). (Jolivet et al., 2013). Cette organisation structurale des CLS de graines pourrait expliquer les différences d'extractibilité de l'huile observées chez deux accessions de colza aux caractéristiques d’extraction contrastées (Boulard et al., 2015).
Les travaux très récents menés dans l’équipe (Deruyffelaere et al., 2015) ont permis de montrer pour la première fois que la dégradation des oléosines précédait la mobilisation des lipides lors de la germination. Des protéines candidates potentiellement impliquées dans la déstabilisation des CLs ont été identifiées. Ces connaissances posent les bases pour des stratégies biomimétiques de stabilisation / déstabilisation des CLs en tant qu’émulsion.

 

Sorties biotechnologiques T Chardot, M Canonge, L Aymé, P. Briozzo, N. Haili, M Froissard*

 

 
Les levures constituent des outils et des modèles d’études tout à fait pertinents dans le cadre de nos recherches. Nous avons étudié les potentialités de plusieurs leviers afin de moduler la quantité et la nature des lipides accumulés chez ces microorganismes.
L’expression de protéine végétale dépourvue d’activité enzymatique permet d’augmenter, de manière notable la quantité des lipides accumulés dans les CLs de levures en jouant sur les flux de carbone (Froissard et al., 2009; Jamme et al., 2013). Plus encore, le modèle levure nous a permis de démontrer que les différentes régions de la caléosine, une protéine sans activité enzymatique, sont spécialisées (Purkrtova et al., 2015). Ainsi la région N terminale de la protéine est impliqué dans son ciblages aux CLs, mais sans qu’elle n’influence le niveau des lipides stockés.
Les levures sont utilisées par l’homme depuis des temps immémoriaux. Elles recèlent cependant une biodiversité qui est encore largement sous-estimée. Une analyse phylogénétique de 16 espèces de Saccharomycotina a montré que les profils d'acides gras diffèrent considérablement chez ces différentes levures (Figure 5). Il est très intéressant de noter que les acides gras à chaines moyennes (MCFAs) sont uniquement trouvés dans les espèces qui ont subi une duplication de leur génome. Les levures comportent donc certainement des enzymes aux propriétés originales qui peuvent contribuer à la production d'acides gras à haute valeur ajoutée pour la chimie verte, l’énergie ou bien pour l’alimentation (Froissard et al., 2015)

Les diacylglycerol acyltransferases (DGATs) sont responsables de l’étape limitante de la biosynthèse des triglycérides (TGs) et leur surexpression permet d’augmenter les teneurs en lipide dans les souches productrices. Il s’agit d’enzymes comportant un nombre variable de fragments transmembranaires, et dont l’expression hétérologue est assez difficile. Peu de DGATs végétales et microbiennes sont caractérisées fonctionnellement ce qui, en plus de l’absence de structure 3D, constitue un frein majeur à leur utilisation rationnelle. Nous avons identifié et exprimé des DGATs végétales et microbiennes originales. Nous avons démontré leur spécificité pour des acides gras à chaînes moyennes (DGAT2 d’A. thaliana), insaturées (Figure 6) ou courtes (DGAT du palmier à huile) (Aymé et al., 2014; Aymé et al., 2015). Nous produisons aussi des enzymes tronquées solubles et actives en quantités notables pour les études fonctionnelles et structurales (Haili et al., soumis). Il s’agit d’outils de premier choix pour produire des lipides à façon

 


Collaborations significatives, contrats en cours

Notre réseau collaboratif allie des équipes académiques (Françaises et étrangères), et industrielle. Nous sommes engagés dans plusieurs programmes, soutenus par différentes agences ou partenaires.

Principales collaborations

UMR INRA-INSA LISBP Toulouse, ESPCI ParisTech, ENSCP Paris, Institut Pasteur, Synchrotron Soleil, UMR AgroParisTech-INRA Micalis Grignon, UMR AgroCampus INRA APBV Rennes, UR INRA BIA Nantes, Universités Paris XI, Graz, Prague, Olomouc, Pittsburg; plate forme protéomique PAPPSO Le Moulon, CETIOM Pessac.


Programmes ANR

Coordinations

- Genoplante GNP0036 Genobodies (2006-2008, 6 partenaires) “Structural and functional study of oil and protein storage bodies in A. thaliana and in B. napus: towards environmentally friendly oil and protein extraction process ?” T Chardot
- CP2D 08-CP2D-19 SOPOL (2009-2012, 5 partenaires) «Solubilisation de protéines intégrales de l’oléosome de graines par des polymères amphiphiles : études structurales pour la valorisation. » T Chardot, P Briozzo.
- CAER « Carburant pour l’Aéronautique », (2013-2014) soutenu par la DGA. Coordinatrice C Jouve, INSA LISBP, Toulouse

 Participations
- ANR-07-GPLA-016 Genergy, (2008-2011). “Improvement of the oil yield of the rapeseed crop in the context of bio fuel production”. Coordination N Nesi INRA Rennes, INRA Nantes, Responsable de la tâche 3
- ANR 07-BIOE-008 Lipicaero (2008-2010) «Production microbienne de LIPIdes spécifiques à usage bioCarburant pour l’AEROnautique Approche intégrée de Physiologie au Procédé » Coordinatrice C Jouve, INSA LISBP, Toulouse
- ANR-08-ALIA-014-02 : Programme ALimentation et Industrie Alimentaires (ALIA), projet Predexpitope : « Prédiction in silico d’épitopes d’allergènes alimentaires et validation expérimentale sur les allergènes du blé. » Coordinatrice S. Denery, INRA BIA Nantes.
- PROBIO3 (2012-2015) Emprunt d’avenir. Production biocatalytique de bioproduits lipidiques à partir de matières premières renouvelables et coproduits industriels : application biokérosène Coordinatrice C Jouve, INSA LISBP, Toulouse.

Autres programmes
- Prévalorisation ArcoPress (soutenu par INRA Transfert). Coordinatrice M Miquel, IJPB Versailles
- Strepto Onidol (2011-2012), Université Paris XI, INRA, Coordinatrices M Froissard, MJ Viroll
- ERA CAPS ABCEED. Coordinateur L Lepiniec, IJPB Versailles

Projets menés au Synchrotron SOLEIL
INRA en lunière- 5 ans de partenariat avec SOLEIL
- 20150966 X-ray induced protein footprinting in oil bodies associated proteins Accepté
- 20150603 X-ray radiolytic foot-printing of proteins : fundamental study of the irradiation products Acccepté
- 20150219 Acyl-CoA: Diacylglycerol acyltransferases fold Accepté
- 20141293 Acyl-CoA: Diacylglycerol acyltransferases fold Decliné
- 20140933 POlymorphism of LIPids in droplets (POLIP) Accepté
- 20140760 Time-resolved hydroxyl radical footprinting of proteins and DNA by irradiation. Accepté

Mutimédia

« Des véhicules gonflés à bloc » vidéo d ela serieLla boîte noire

*/ Anciens membres de l’équipe


Publications représentatives :

Kopecny D, Koncitikova R, Popelka H, Briozzo P, Vigouroux A, Kopecna M, Zalabak D, Sebela M, Skopalova J, Frebort I, Morera S (2016) Kinetic and structural investigation of the cytokinin oxidase/dehydrogenase active site. FEBS J 283: 361-377

Kopecný D., Koncitíková R., Popelká H., Briozzo P., Vigouroux A., Kopecná M, Zalabák D., Šebela M., Skopalová J., Frébort I., Moréra S. (2016) Kinetic and structural investigation of the cytokinin oxidase/dehydrogenase active site. FEBS J. 283: 361-377

Hluska T., Dobrev P.I., Tarkowská D., Frébortová J., Zalabák D., Kopecný D., Plíhal O., Kokáš F., Briozzo P., Zatloukal M., Motyka V., Galuszka P.
(2016) Cytokinin metabolism in maize: Novel evidence of cytokinin abundance, interconversions and formation of a new trans-zeatin metabolic product with a weak anticytokinin activity. Plant Sci. 247: 127–137

Groeme R., Airouche S., Kopecný D., Jaekel J., Savko M., Berjont N., Bussieres L., Le Mignon M., Jagic F., Zieglmayer P., Baron-Bodo V., Bordas-Le Floch V., Mascarell L., Briozzo P., Moingeon P.
(2016) Structural and Functional Characterization of the Major Allergen Amb a 11 from Short Ragweed Pollen. J. Biol. Chem

D'Andréa S
(2015) Lipid droplet mobilization: The different ways to loosen the purse strings. Biochimie. DOI: 10.1016/j.biochi.2015.07.010

Aymé L, Jolivet P, Nicaud JM, Chardot T
(2015) Molecular Characterization of the Elaeis guineensis Medium-Chain Fatty Acid Diacylglycerol Acyltransferase DGAT1-1 by Heterologous Expression in Yarrowia lipolytica. PLoS One 10: e0143113

Boulard C, Bardet M, Chardot T, Dubreucq B, Gromova M, Guillermo A, Miquel M, Nesi N, Yen-Nicolay S, Jolivet P
(2015) The structural organization of seed oil bodies could explain the contrasted oil extractability observed in two rapeseed genotypes. Planta 242: 53-68

Bouchez I, Pouteaux M, Canonge M, Genet M, Chardot T, Guillot A, Froissard M
(2015) The Rab7-like protein Ypt7p is involved in Saccharomyces cerevisiae lipid droplet dynamics. Biolopen 4: 764-775

Deruyffelaere C, Bouchez I, Morin H, Guillot A, Miquel M, Froissard M, Chardot T, D'Andréa S
(2015) Ubiquitin-Mediated Proteasomal Degradation of Oleosins is Involved in Oil Body Mobilization During Post-Germinative Seedling Growth in Arabidopsis. Plant Cell Physiol. 56: 1374-1387

Dulermo T, Coze F, Virolle MJ, Méchin V, Baumberger S, Froissard M (2015)
Bioconversion of agricultural lignocellulosic residues into branched-chain fatty acids using Streptomyces lividans. OCL - Oléagineux, Corps Gras, Lipides 23 :2-8

Froissard M, Canonge M, Pouteaux M, Cintrat B, Mohand-Oumoussa S, Guillouet SE, Chardot T, Jacques N, Casaregola S
(2015) Lipids containing medium-chain fatty acids are specific to post-whole genome duplication Saccharomycotina yeasts. BMC Evol Biol 15: 97

Kopecny D, Koncitikova R, Popelka H, Briozzo P, Vigouroux A, Kopecna M, Zalabak D, Sebela M, Skopalova J, Frebort I, Morera S
(2015) Kinetic and structural investigation of the cytokinin oxidase/dehydrogenase active site. FEBS J J 283: 361-377

Purkrtova Z, Chardot T, Froissard M
(2015) N-terminus of seed caleosins is essential for lipid droplet sorting but not for lipid accumulation. Arch Biochem Biophys 579: 47-54

Gallardo, K. Jolivet, P., Vernoud, V. Canonge, M. Larré, C. Chardot, T.
, (2015) Storage cells - oil and protein bodies, in Molecular Cell Biology of the Growth and Differentiation of Plant Cells, Ray Rose editor, CRC Press

D'Andrea S (2015) Lipid droplet mobilization: The different ways to loosen the purse strings. Biochimie. DOI: 10.1016/j.biochi.2015.07.010

Kopecny D, Koncitikova R, Popelka H, Briozzo P, Vigouroux A, Kopecna M, Zalabak D, Sebela M, Skopalova J, Frebort I, Morera S (2015) Kinetic and structural investigation of the cytokinin oxidase/dehydrogenase active site. FEBS J 10.1111/febs.13581

Aymé L, Baud S, Dubreucq B, Joffre F, Chardot T (2014) Function and Localization of the Arabidopsis thaliana Diacylglycerol Acyltransferase DGAT2 Expressed in Yeast. PLoS One 9: e92237

Miquel M, Trigui G, d'Andréa S, Kelemen Z, Baud S, Berger A, Deruyffelaere C, Trubuil A, Lepiniec L, Dubreucq B
(2014) Specialization of oleosins in oil body dynamics during seed development in Arabidopsis seeds. Plant Physiol. 164: 1866-1878

Miquel M, Trigui G, d'Andrea S, Kelemen Z, Baud S, Berger A, Deruyffelaere C, Trubuil A, Lepiniec L, Dubreucq B (2014) Specialization of oleosins in oil body dynamics during seed development in Arabidopsis seeds. Plant Physiol. 164: 1866-1878

Purkrtova Z, Chardot T, Froissard M (2015) N-terminus of seed caleosins is essential for lipid droplet sorting but not for lipid accumulation. Arch Biochem Biophys 579: 47-54

Deruyffelaere C, Bouchez I, Morin H, Guillot A, Miquel M, Froissard M, Chardot T, D'Andrea S (2015) Ubiquitin-Mediated Proteasomal Degradation of Oleosins is Involved in Oil Body Mobilization During Post-Germinative Seedling Growth in Arabidopsis. Plant Cell Physiol. 56: 1374-1387

Boulard C, Bardet M, Chardot T, Dubreucq B, Gromova M, Guillermo A, Miquel M, Nesi N, Yen-Nicolay S, Jolivet P (2015) The structural organization of seed oil bodies could explain the contrasted oil extractability observed in two rapeseed genotypes. Planta 242: 53-68

Bouchez I, Pouteaux M, Canonge M, Genet M, Chardot T, Guillot A, Froissard M (2015) The Rab7-like protein Ypt7p is involved in Saccharomyces cerevisiae lipid droplet dynamics. Biolopen 4: 764-775

Ayme L, Nicaud J-M, Jolivet P, Chardot T (2015) Molecular characterization of the Elaeis guineensis medium-chain fatty acid diacylglycerol acyltransferase DGAT1-1 by heterologous expression in Yarrowia lipolytica. PLoS One 10: e0143113 (pdf) Communiqué de presse INRA

Vermachova M, Purkrtova Z, Jolivet P, Chardot T, Kodicek M (2014) Combining chymotrypsin/trypsin digestion to identify hydrophobic proteins from oil bodies. In Plant Proteomics. Methods and Protocols. Se49

Ayme L, Baud S, Dubreucq B, Joffre F, Chardot T (2014) Function and Localization of the Arabidopsis thaliana Diacylglycerol Acyltransferase DGAT2 Expressed in Yeast. PLoS One 9: e92237 (pdf) Communiqué de press INRA

Le Marechal P, Decottignies P, Marchand CH, Degrouard J, Jaillard D, Dulermo T, Froissard M, Smirnov A, Chapuis V, Virolle MJ (2013) Comparative Proteomic Analysis of Streptomyces lividans Wild-Type and ppk Mutant Strains Reveals the Importance of Storage Lipids for Antibiotic Biosynthesis. Appl Environ Microbiol 79: 5907-5917 (pdf)

Haïli N, Arnal N, Quadrado M, Amiar S, Tcherkez G, Dahan J, Briozzo P, Colas des Francs Small C, Vrielynck N, Mireau H (2013) The pentatricopeptide repeat MTSF1 protein stabilizes the nad4 mRNA in Arabidopsis mitochondria. Nucleic Acids Res 41:6650-6663 (pdf)

Jamme F, Vindigni JD, Méchin V, Cherifi T, Chardot T, Froissard, M. (2013) Single cell synchrotron FT-IR microspectroscopy reveals a link between neutral lipid and storage carbohydrate fluxes in S. cerevisiae. PLOS ONE. DOI: 10.1371/journal.pone.0074421 (pdf) Actualité Centre INRA Versailles-Grignon

Jolivet P, Acevedo F, Boulard C, d'Andrea S, Faure JD, Kohli, A, Nesi, N, Valot, B, Chardot, T. (2013) Crop seed oil bodies: From challenges in protein identification to an emerging picture of the oil body proteome. Proteomics 13: 1836-1849.

Jolivet P, Deruyffelaere C, Boulard C, Quinsac A, Savoire R, Nesi N, Chardot T (2013) Deciphering the structural organization of the oil bodies in the Brassica napus seed as a mean to improve the oil extraction yield. Ind Crop Prod 44: 549-557

Kubienova L, Kopecny D, Tylichova M, Briozzo P, Skopalova J, Sebela M, Navratil M, Tache R, Luhova L, Barroso JB, Petrivalsky M (2013) Structural and functional characterization of a plant S-nitrosoglutathione reductase from Solanum lycopersicum. Biochimie 95: 889-902

Snegaroff J, Bouchez I, Smaali Mel A, Pecquet C, Raison-Peyron N, Jolivet P, Lauriere M (2013) Barley gamma3-hordein: glycosylation at an atypical site, disulfide bridge analysis, and reactivity with IgE from patients allergic to wheat. Biochim Biophys Acta Proteins and Proteomics 1834: 395-403

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