Contacts :

Thierry Chardot Directeur de recherche Responsable de l'équipe Pascale Jolivet Chargé de recherche Sabine d'Andréa Maître de Conférences AgroParisTech Jacques Snégaroff Chargé de recherche Celine Boulard Assistant-Ingénieur Bernard Cintrat Technicien Carine Deruyffelaere Technicien   Anciens membres de l'équipe

Pierre Briozzo Professeur AgroParisTech Yann Gohon Maître de Conférences AgroParisTech Marine Froissard Chargé de recherche Isabelle Bouchez-Mahiout Ingénieur, ACP Roselyne Tache Technicien Michel Canonge Technicien Franck Jagic Technicien Laure Ayme Master 2 du 15/12/12 au 28/07/12

L’équipe « Dynamique et structure des corps lipidiques » allie les compétences de biologistes cellulaires, de biochimistes et de biophysiciens. Elle s’intéresse aux oléosomes, organites de stockage des lipides de réserve de plantes (Arabidopsis thaliana et Brassica napus), et de levures (Saccharomyces cerevisae et Yarrowia lipolytica). Les approches mises en œuvre vont de l’identification des protéines et des lipides, aux études de biologie structurale, d’interactions et de fonction. Notre but est d’accroître les connaissances génériques sur les protéines des oléosomes (structure, organisation, rôle). Nous cherchons aussi à répondre à des questions plus finalisées ou d’intérêt pour la communauté scientifique avec des approches originales de solubilisation et d’étude de protéines membranaires. Les questions finalisées abordées concernent la modulation de la quantité et de la nature des lipides produits et la facilitation de l’extraction des réserves lipidiques des graines dans le contexte de la « chimie verte ».
Nous mettons aussi notre expertise de détermination de structure de protéines par cristallographie au service de la communauté scientifique. Les principales structures résolues par l’équipe concernent des kinases bactériennes et des oxydases végétales

Les travaux de l’équipe se déroulent selon deux axes, « Structural et fonctionnel », « Protéomique et dynamique ». Nous utilisons comme modèles d’études des végétaux et des microorganismes capables de stocker des lipides.

Axe « structural et fonctionnel »
La détermination de la structure tridimensionnelle des protéines intégrales des oléosomes est un challenge. Les données structurales concernant ces protéines très hydrophobes sont dispersées et contradictoires. Nos travaux concernent aussi bien la structure des protéines isolées, qu’insérées dans les oléosomes, et nécessitent des outils originaux pour solubiliser et manipuler ces protéines (Gohon 2008).
L’utilisation de systèmes de solvants spécifiques nous a permis de solubiliser puis d’identifier de manière extensive les protéines des oléosomes (Andréa 2007b).
A l’aide de polymères amphipiles (Apols) originaux, nous sommes capables de maintenir en solution l’oléosine S5 (de faible masse moléculaire et très hydrophobe) et la caléosine (moins hydrophobe, et fixant le calcium). Le repliement des protéines dans les complexes a été étudié par des méthodes de dichroïsme circulaire par rayonnement synchrotron (SRCD), montrant des structures originales (Gohon et al. soumis).
Notre expertise en matière de solubilisation et d’études structurales de protéines hydrophobes s’applique également à des protéines allergènes du blé, en particulier pour l’étude de protéines recombinantes du gluten, (gluténines et gliadines).
Nous recherchons aussi la présence de modifications post traductionnelles chez les protéines naturelles. Nous étudions leur insertion à la surface des corps lipidiques (CLs) en mettant en œuvre des approches de protéomique structurale. Nous avons montré que la caléosine d’A. thaliana était phosphorylée (Purkrtova 2007), et que suite à la fixation de calcium, ses propriétés interfaciales étaient modifiées (Purkrtova 2008). Les protéines des oléosomes portent aussi des modifications post traductionnelles (Purkrtova 2008, Vermachova). A l’aide d’approches de protéomique structurale, nous avons précisé l’insertion des différentes protéines dans les oléosomes natifs (Vermachova).
Exprimée chez S. cerevisiae, la caléosine est correctement ciblée vers les CLs.
L’expression de cette protéine, même à des niveaux faibles, induit une prolifération des CLs, ainsi qu’une une suraccumulation des lipides de réserve chez cette levure (Froissard 2009).

Axe protéomique et dynamique
Nous avons identifié par protéomique les protéines (plus de 30) des CLs de la levure Y. lipolytica, et montré que leur composition variait avec la source de carbone utilisée (Athenstaed 2006). Contrairement aux CLs de graines matures (Jolivet 2004, 2009, d’Andréa 2007b, Popluechai), les CLs de levure contiennent des enzymes de la biosynthèse des triglycérides ainsi que des protéines liées au trafic intracellulaire, révélant un état dynamique.

La suppression d’une protéine des CLs de levure, la glycérol-3 phosphate déshydrogénase, combinée à une inactivation totale de la voie de beta-oxydation a permis, en redirigeant les flux de carbone intracellulaires, l’obtention de levures pouvant accumuler jusque 51 % de lipides neutres (Beopoulos 2009, 2009).

Comparés aux CLs microbiens ou animaux (Athenstaedt 2006), les CLs de la graine mature d’A. thaliana ou de B. napus semblent correspondre à un état figé. Chez le colza, les protéines des CLs sont exprimées de manière ordonnée, laissant entrevoir un schéma précis de maturation, que nous essayons de décrypter. (Jolivet, en préparation).

Collaborations significatives, contrats en cours

Notre réseau collaboratif allie des équipes académiques (Françaises et étrangères), et industrielle. Nous sommes engagés dans plusieurs programmes, soutenus par différentes agences ou partenaires.

Principales collaborations
UMR INRA-INSA LISBP Toulouse, ESPCI ParisTech, ENSCP Paris, Institut Pasteur, Synchrotron Soleil, UMR AgroParisTech-INRA Micalis Grignon, UMR AgroCampus INRA APBV Rennes, UR INRA BIA Nantes, Universités Paris XI, Graz, Prague, Olomouc, Pittsburg; plate forme protéomique PAPPSO Le Moulon, CETIOM Pessac.

Programmes ANR
Coordinations
-Genoplante GNP0036 Genobodies (2006-2008, 6 partenaires) “Structural and functional study of oil and protein storage bodies in A. thaliana and in B. napus: towards environmentally friendly oil and protein extraction process ?” .
-CP2D 08-CP2D-19 SOPOL (2009-2011, 5 partenaires) «Solubilisation de protéines intégrales de l’oléosome de graines par des polymères amphiphiles : études structurales pour la valorisation. »
Participations
-GPLA-07-006C Genergy, (2008-2011). “Improvement of the oil yield of the rapeseed crop in the context of bio fuel production”. Responsable de la tâche 3
-ANR 07-BIOE-008 Lipicaero (2008-2010) «Production microbienne de LIPIdes spécifiques à usage bioCarburant pour l’AEROnautique Approche intégrée de Physiologie au Procédé » Coordinatrice C Jouve, INSA LISBP, Toulouse
- ANR-08-ALIA-014-02 : Programme ALimentation et Industrie Alimentaires (ALIA), projet Predexpitope : « Prédiction in silico d’épitopes d’allergènes alimentaires et validation expérimentale sur les allergènes du blé. » Coordinatrice S. Denery, INRA BIA Nantes.
Programme de prévalorisation ArcoPress (soutenu par INRA Transfert). Coordinatrice M Miquel, IJPB Versailles
Programme CAER « Carburant pour l’Aéronautique »,(2010-2013) soutenu par la DGA. Coordinatrice C Jouve, INSA LISBP, Toulouse.

Popluechai, S., Froissard, M., Jolivet, P., Breviario, D., Gatehouse, A.M.R., O’Donnell, A. G., Chardot, T. and Kohli, A. (2011) Understanding Jatropha curcas seed oil storage components: characterization of seed oilbody oleosins. Plant Phys Biochem ,49 352-356.

Jolivet, P., Boulard, C., Bellamy, A., Valot, B., d’Andréa, S., Zivy, M., Nesi, N., and Chardot, T. (2011). Oil body proteins sequentially accumulate throughout seed development in Brassica napus. Journal of Plant Physiology. Accepted

Gohon, Y., Vindigni, JD., Pallier, A., Celia, H., Giuliani, A., Wien, F., Tribet, C., Chardot T., Pierre Briozzo, (2011) High water solubility and folding in amphipols of integral proteins with large hydrophobic regions: oleosin and caleosin from seed lipid bodies. BBA, 1088: 707-716

Savoire R, Quinsac A, Chardot T, Miquel M., Nesi N, Lanoisellé J-L, Vorobiev E. (2010) Micro-pressing of rapeseed (Brassica napus L.) and Arabidopsis thaliana seeds for evaluation of the oil extractability. OCL, 17(2): 115-119

Agrawal GK, Bourguignon Rolland N, Ephritikhine G, Ferro M, Jaquinod M, Alexiou KG, Chardot T, Chakraborty N, Jolivet P, Doonan J, Rakwal R (2010). Plant organelle proteomics: collaborating for optimal function. Mass Spect Review (Sous presse)

Tylichová M, Kopecný D, Moréra S, Briozzo P, Lenobel R, Snégaroff J, Šebela M (2010). Structural and functional characterization of plant aminoaldehyde dehydrogenases with a broad specificity for natural and synthetic aminoaldehydes. J Mol Biol, 396 : 870–882.

Le Bon C, Boulard C, Jolivet P (2009). Association d’un microscope à un système de capture d’image. Analyse d’images par le logiciel ImageJ. Le cahier technique de l’INRA Numéro spécial « Des développements méthodologiques en imagerie à l’INRA » : 63-68

Beopoulos, A.; Chardot, T.; Nicaud, J. M. (2009) Yarrowia lipolytica: A model and a tool to understand the mechanisms implicated in lipid accumulation. Biochimie 91, 692-96

Froissard, M., S. D'Andréa, Boulard T., Chardot, T. (2009) Heterologous expression of AtClo1, a plant oil body protein, induces lipid accumulation in yeast. FEMS Yeast Res, 9 :: 428-38.

Baud, S., Dichow, N. R., Kelemen, Z., d'Andréa, S., To, A., Berger, N., Canonge, M., Kronenberger, J., Viterbo, D., Dubreucq, B., Lepiniec, L., Chardot, T., Miquel, M. (2009) Regulation of HSD1 in seeds of Arabidopsis thaliana. Plant Cell Physiol, 50 : 1463-78.

Jolivet, P., Boulard, C., Bellamy, A., Larre, C., Barre, M., Rogniaux, H., d'Andréa, S., Chardot, T., Nesi, N. (2009) Protein composition of oil bodies from mature Brassica napus seeds. Proteomics, 9 : 3268-84.

Purkrtova, Z., Jolivet, P., Miquel, M., and Chardot, T. (2008). Structure and function of seed lipid-body-associated proteins. C R Biol 331, 746-754.

Purkrtova, Z., Le Bon, C., Kralova, B., Ropers, M. H., Anton, M., Chardot, T. (2008) Caleosin of Arabidopsis thaliana: Effect of Calcium on Functional and Structural Properties. J Agric Food Chem 56 : 11217-11224.

Kopeckný D., Šebela M., Briozzo, P., Spíchal L., Houba-Hérin N., Mašek V., Joly N., Madzak C., Laloue M. (2008) Mechanism-based inhibitors of cytokinin oxidase/dehydrogenase attack FAD cofactor. J. Mol. Biol, 380 : 886-899

Jolivet, P., Negroni, L., d´Andréa, S., Chardot, T., (2008). Oil bodies. Plant Proteomics: Technologies, Strategies, and Applications. G. K. A. R. Rakwal, John Wiley & Sons, Inc.

Gohon, Y., Dahmane, T., Ruigrok, R. W. H., Schuck, P., Charvolin, D., Rappaport, F., Timmins, P., Engelman, D. M., Tribet, C., Popot, J-L., Ebel, C. (2008) Bacteriorhodopsin/amphipol complexes: structural and functional properties. Biophys J, 94 : 3523-3537.

Meyer P., Evrin C., Briozzo, P., Joly, N., Bârzu, O., Gilles, A.M. (2008) Structural and functional characterization of Escherichia coli UMP kinase in complex with its allosteric regulator GTP. J Biol Chem, 283 : 36011-36018

Beopoulos, A., Mrozova, Z., Theveniau, F., Le Dall, M.-T., Hapala, I., Papanicolaou, S., Chardot, T., Nicaud, J.-M. (2008) Mastering lipid accumulation in the yeast Yarrowia lipolytica. Appl Env Microbiol, 74: 7779-89.

d'Andréa, S., Jolivet, P., Boulard, C., Larre, C., Froissard, M., Chardot, T. (2007a) Selective One-Step Extraction of Arabidopsis thaliana Seed Oleosins Using Organic Solvents. J Agric Food Chem, 55: 10008-15.

d'Andréa, S., Canonge, M., Beopoulos, A., Jolivet, P., Hartmann, M. A., Miquel, M., Lepiniec, L., Chardot, T. (2007b) At5g50600 encodes a member of the short-chain dehydrogenase reductase superfamily with 11beta- and 17beta-hydroxysteroid dehydrogenase activities associated with Arabidopsis thaliana seed oil bodies. Biochimie, 89 : 222-229.

Purkrtova, Z., S. d'Andréa, Jolivet, P., Lipovova, P., Kralova, B., Kodicek, M., Chardot, T. (2007) Structural properties of caleosin: a MS and CD study. Arch Biochem Biophys, 464 : 335-43.

Athenstaedt, K., Jolivet, P.; Boulard, C., Negroni, L., Zivy, M., Nicaud, J.-M., Chardot, T. (2006) Lipid particle composition of the yeast Yarrowia lipolytica depends on the carbon source. Proteomics, 6: 1450-1459.

Jolivet, P., Roux, E., d'Andréa, S., Davanture, M., Negroni, L., Zivy, M., Chardot, T. (2004) Protein composition of oil bodies in Arabidopsis thaliana ecotype WS. Plant Phys Biochem, 42: 501-509.