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Domaines de recherche et d'expertise: Génétique végétale , Biochimie , Biologie moléculaire végétale , Biotechnologies , Biologie Cellulaire , Biologie du développement , Génomique fonctionnelle.

 

Mots-clés : Reproduction sexuée, Mutant, Mitochondries, Plastes, Protéines à motifs PPR, Stérilité mâle nucléo-cytoplasmique, Restaurateur de la fertilité , Arabidopsis thaliana, Colza (Brassica napus) , Raphanus, co-adaptation noyau-cytoplasme

 
Ecole(s) doctorale(s) de rattachement : ED 145 Sciences du végétal, Université Paris-Sud 11, Orsay

Contacts :
Institut Jean-Pierre Bourgin, UMR1318 INRA-AgroParisTech
Bâtiment 7
INRA Centre de Versailles-Grignon
Route de St-Cyr (RD10)
78026 Versailles Cedex France

tél : +33 (0)1 30 83 31 80- fax : +33 (0)1 30 83 33 19

Responsable
Françoise Budar
Directeur de recherche
Co-adaptation noyau-cytoplasme chez Arabidopsis thaliana
Evolution des gènes de restauration de fertilité du système Ogura de Stérilité mâle nucléo-cytoplasmique

Martine Quadrado
Technicien

 

Céline Dargel-Graffin
Technicien


Noelya Planchard
Doctorant
du 1/10/13 au 30/9/17

 

Chuande Wang
Doctorant
du 21/10/14 au 20/10/18

Hakim Mireau
Directeur de recherche
Analyse fonctionnelle et biochimique de protéines à motifs PPR

 

Matthieu Simon
Ingénieur d'étude

Noémie Dehaene
Doctorant
du 1/11/14 au 31/10/17

Tan-Trung Nguyen
Post-Doctorant

Tan-Trung.Nguyen@inra.fr

 

Anciens membres
de l'équipe


Résumé :

Image en fluorescence d'une anthère d'Arabidopsis thaliana transgénique exprimant une GFP adressée aux mitochondries sous le contrôle d'un promoteur tapis-spécifique. La fluorescence rouge correspond à l'autofluorescence de la chlorophylle. La fluorescence verte correspond à la GFP.

Nos programmes de recherches visent à étudier les relations fonctionnelles et évolutives s’exerçant entre le noyau de la cellule végétale et deux types d’organites cellulaires, les mitochondries et les chloroplastes. Nous nous intéressons plus spécifiquement au contrôle de l’expression génétique des organites par des facteurs codés dans le noyau, en particulier par les protéines à motifs PPR (Pentatrico Peptide Repeat). Ces protéines, majoritairement adressées aux mitochondries ou aux chloroplastes, sont impliquées dans de nombreux aspects post-transcriptionnels de l’expression génétique des organites. Nous avons analysé la variabilité cytoplasmique d’Arabidopsis thaliana, et initié un projet visant à étudier la co-adaptation entre compartiments génétiques dans cette espèce (projet cytopheno).
Nous sommes particulièrement intéressés par l’incidence des interactions entre compartiments nucléaire et cytoplasmique sur la reproduction sexuée des plantes. En effet, les systèmes de stérilité mâle nucléo-cytoplasmique (SMC) ont depuis longtemps illustré le rôle particulier des mitochondries dans la reproduction sexuée des plantes. Les SMC sont utilisés chez diverses espèces de grande culture pour faciliter la production de semences hybrides. Elles sont à double déterminant génétique : un gène mitochondrial inducteur de stérilité, et un gène nucléaire restaurateur de fertilité. La quasi-totalité des gènes restaurateurs de fertilité identifiés à ce jour code des protéines à motifs PPR. Dans ce cadre précis, nous développons des approches biochimiques visant à élucider le mécanisme d’action de la protéine restauratrice (PPRB) du système de stérilité mâle cytoplasmique Ogura (SMC). Nous nous intéressons également à l’évolution de la sous-famille de protéines à motifs PPR d’Arabidopsis apparentées aux protéines restauratrices de fertilité.



Résultats marquants :

Nous avons participé à l’identification du gène restaurateur de fertilité du système Ogura de stérilité mâle cytoplasmique, le gène Rfo (Desloire et al, 2003). En mettant en œuvre des approches de biochimie, nous avons établi une corrélation entre la capacité de la protéine restauratrice à interagir avec le transcrit du gène de stérilité et sa fonction de restauration de fertilité  (Uyttewaal et al, 2008b). Récemment, nous avons obtenu la séquence d’un allèle mainteneur (non restaurateur) du locus Rfo et réalisé une comparaison des séquences des deux allèles et des gènes codant des protéines à motifs PPR qu’ils portent. Nous avons ainsi montré que des évènements de recombinason intra et intergénique ont participé à l’évolution des allèles du locus Rfo et des gènes étroitement apparentés au restaurateur de fertilité (Hernandez-Mora et al, 2010).

Nous avons récemment décrypté la fonction d’une protéine PPR d’Arabidopsis à adressage mitochondrial et démontré son rôle essentiel dans la stabilisation de l’ARN messager nad4, codant une sous-unité du complexe I de la chaîne respiratoire (Haili et al, 2013). L’analyse du mode d’action moléculaire de cette protéine a révélé qu’elle se fixe sur les 20 derniers nucléotides de la séquence 3’ non-codante de l’ARNm nad4 et qu’elle le protège ainsi contre la dégradation par des exoribonucléases. Ces résultats montrent que le mécanisme de stabilisation des ARNm dans les mitochondries végétales impliquant l’association de protéines « barrières » aux extrémités des ARN est conservé avec le chloroplaste, au moins pour ce qui concerne la protection du côté 3’ des ARNm.

Nous avons décrit la diversité cytoplasmique au sein d’un panel de 95 accessions d’Arabidopsis thaliana et montré qu’une co-adaptation existe au sein de l’espèce entre les compartiments génétiques nucléaire et cytoplasmiques (Moison et al, 2010). En collaboration avec le Centre de Ressources pour la Génomique d’Arabidopsis, nous avons récemment produit des ressources génétiques dédiées à l’étude de la co-adaptation noyau-cytoplasme au sein de l’espèce. Ces ressources, appelées cytolignées, associent le noyau d’une accession et les génomes cytoplasmiques (mitochondries et chloroplastes) d’une autre accession. Leur caractérisation phénotypique est en cours dans le cadre du projet ANR cytopheno [ajouter lien : https://www6.inra.fr/cytopheno].

Nous avons récemment mis en évidence une SMC chez A. thaliana, qui a probablement été active dans le passé évolutif de l’espèce mais est complètement silencieuse aujourd’hui (cryptique) (Gobron et al, 2013).




Publications représentatives :

Articles scientifiques

Gobron N, Waszcak C, Simon M, Hiard S, Boivin S, Charif D, Ducamp A, Wenes E, Budar F (2013) A Cryptic Cytoplasmic Male Sterility Unveils a Possible Gynodioecious Past for Arabidopsis thaliana. PLoS ONE 8(4):e62450.

Haïli N, Arnal N, Quadrado M, Amiar S, Tcherkez G, Dahan J, Briozzo P, Colas des Francs Small C, Vrielynck N, Mireau H (2013) The pentatricopeptide repeat MTSF1 protein stabilizes the nad4 mRNA in Arabidopsis mitochondria. Nucl Acids Res 41(13).

Hernandez-Mora, J.R., E. Rivals, H. Mireau and F. Budar (2010) « Sequence analysis of two alleles reveals that intra-and intergenic recombination played a role in the evolution of the radish fertility restorer (Rfo). » BMC Plant Biol 10 :35

Moison M, Roux F, Quadrado M, Duval R, Ekovich M, Lê DH, Verzaux M, Budar F(2010) Cytoplasmic phylogeny and evidence of cyto-nuclear co-adaptation in Arabidopsis thaliana. Plant J 63:728-738.

Duroc, Y., S. Hiard, N. Vrielynck, S. Ragu and F. Budar (2009). The Ogura sterility-inducing protein forms a large complex without interfering with the oxidative phosphorylation components in rapeseed mitochondria. Plant Mol Biol 70(1-2) :123-37.

Uyttewaal, M., N. Arnal, M. Quadrado, A. Martin-Canadell, N. Vrielynck, S. Hiard, H. Gherbi, A. Bendahmane, F. Budar and H. Mireau (2008b). "Characterization of Raphanus sativus Pentatricopeptide Repeat Proteins Encoded by the Fertility Restorer Locus for Ogura Cytoplasmic Male Sterility." Plant Cell 20(12): 3331-45.

Berthome, R. Thomasset, M. Maene, M. Bourgeois, N. Froger, N. Budar, F. (2008) pur4 mutations are lethal to the male, but not the female gametophyte and affect sporophyte development in Arabidopsis Plant Physiol 147(2) 650-60

Gonzalez-Melendi, P. Uyttewaal, M. Morcillo, C. N. Hernandez Mora, J. R. Fajardo, S. Budar, F. Lucas, M. M. (2008) A light and electron microscopy analysis of the events leading to male sterility in Ogu-INRA CMS of rapeseed (Brassica napus). J Exp Bot 59(4) 827-38

Uyttewaal M, Mireau H, Rurek M, Hammani K, Arnal N, Quadrado M, Giege P. (2008a) PPR336 is associated with polysomes in plant mitochondria. J Mol Biol 375(3) 626-36.

Giancola, S., Y. Rao, S. Chaillou, S. Hiard, A. Martin-Canadell, G. Pelletier and F. Budar (2007) Cytoplasmic suppression of Ogura cytoplasmic male sterility in European natural populations of Raphanus raphanistrum. Theor Appl Genet, 114:1333-1343.

Arnal N, Alban C, Quadrado M, Grandjean O, Mireau H. (2006) The Arabidopsis Bio2 protein requires mitochondrial targeting for activity. Plant Mol Biol 62 : 471-479.

Duroc, Y, Gaillard, C., Hiard, S., Tinchant, C, Berthomé, R, Pelletier, G and Budar, F (2006) « Nuclear expression of a cytoplasmic male sterility gene modifies mitochondrial morphology in yeast and plant cells. » Plant Science 170 :755-767. (pdf -intranet uniquement)


Synthèses scientifiques

Dahan J, Mireau H (2013) Rf and Rf-like PPRs in higher plants, an intriguing subclass of PPR proteins. RNA Biology, 10(9)..

Budar, F. & Roux, F., 2011. The role of organelle genomes in plant adaptation: Time to get to work! Plant signaling & behavior, 6(5), Pp. 635–639.

Pelletier, G. and F. Budar (2007) The molecular biology of cytoplasmically inherited male sterility and prospects for its engineering. Curr Opin Biotechnol 18(2): 121-125.

Budar F, Berthomé R. (2007) Cytoplasmic male sterilities and mitochondrial gene mutations in land plants. Logan, D. C. Plant Mitochondria. Blackwell Publishing 31 278-307.

Budar F, Touzet P & Pelletier G "Cytoplasmic male sterility" In Flowering and its manipulation, Annual Plant Reviews, vol 20 (C. Ainsworth Ed) Blackwell Publishing 2006.


Chapitres d'ouvrages

Budar, F. & Fujii, S., 2012. Cytonuclear Adaptation in Plants. In L. Marechal-Drouard, ed. Mitochondrial Genome Evolution, Advances in Botanical Research Volume 63. Elsevier, Pp. 99–126.

 



 

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