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Mots-clés : Arabidopsis thaliana - paroi - cellulose - élongation cellulaire - pathogènes

Ecole(s) doctorale(s) de rattachement :ED145 "Sciences du Végétal" Université Paris 11-Orsay

Contacts :

Institut Jean-Pierre Bourgin, UMR1318 INRA-AgroParisTech
Bâtiment 2
INRA Centre de Versailles-Grignon
Route de St-Cyr (RD10)
78026 Versailles Cedex France

tél : +33 (0)1 30 83 30 00 - fax : +33 (0)1 30 83 33 19


Responsable
Herman Höfte

Directeur de Recherche

Martine Gonneau
Chargé de Recherche


Samantha Vernhettes
Directeur de recherche



Thierry Desprez
Ingénieur d'étude

Julien Renou
Thésard

Julien.Renou@inra.fr

 

Ying Wang
Doctorant

Ying.Wang@inra.fr

Anciens membres
de l'équipe

Marjolaine Martin
Technicien

Alexis Peaucelle
Chargé de Recherches

Alexis.Peaucelle@inra.fr

Fabien Miart
Post-Doctorant

Fabien.Miart@inra.fr

Aline Voxeur
Post-Doctorant

Aline.Voxeaur@inra.fr

Tian Zhang
Post-Doctorant

Tian.Zhang@inra.fr

Fan Xu
Doctorant

Fan.Xu@inra.fr

Résumé :


coupe transversaleLes cellules végétales sont entourées d’une paroi ligno-cellulosique qui est à la fois suffisamment forte pour résister à la pression osmotique du protoplaste et suffisamment plastique pour permettre la croissance cellulaire (Wolf et al., 2012b). La paroi est constituée majoritairement d’un réseau complexe de polysaccharides. En plus de son rôle fondamental dans la croissance, le développement et l'interaction avec l'environnement abiotique et biotique de la plante, les polymères de la paroi ont une grande importance économique. En effet, ils contribuent aux propriétés mécaniques et texturales de l'alimentation ainsi que sa digestibilité et ses propriétés nutritives. Par ailleurs, les propriétés mécaniques du bois, du papier et des fibres de textiles sont en partie déterminées par la composition et l’architecture des parois. Finalement les parois végétales constituent une source essentielle et renouvelable de molécules et d'énergie. Malgré leur importance, les mécanismes de biosynthèse, de transport et de dépôt des polymères sont encore très mal connus. Par ailleurs, l’impact des modifications des polymères sur les propriétés mécaniques de la paroi et le contrôle de la croissance reste à être élucidé. Afin de mieux comprendre ces processus au niveau d’un organe en élongation, nous combinons des approches de génétique-moléculaire, de biochimie et de cytologie en utilisant comme plantes modèles l'Arabette des dames (Arabidopsis thaliana) pour les dicotylédones et Brachypodium distachyon pour les graminées.


Résultats marquants :


Comme système modèle pour la croissance nous étudions l'hypocotyle (la "tige" de la plantule) d'Arabidopsis cultivé à l'obscurité (Refrégier et al., 2004). De nombreux mutants montrant une croissance altérée de cet organe s’avèrent être affectés dans la mise en place de la paroi (Mouille et al., 2003). L’étude de ces mutants a permis d’identifier des gènes impliqués dans la synthèse de la cellulose, la synthèse et la modification des pectines ainsi que des gènes contrôlant l’homéostasie de l’architecture pariétale au cours de la croissance.

Cellulose :

La cellulose est synthétisée au niveau de complexes hexamériques observées dans le plasmalemme des plantes terrestres et des algues Charophycées. Nos études ont montré les points suivants :

    • Le complexe cellulose synthase (CSC) contient trois isoformes de cellulose synthase (CESA1, 3 et 6) distincts. CESA1 et 3 sont essentiels tandis que CESA6 est partiellement redondante avec 3 autres isoformes (CESA2, 5 et 9) dans différents types cellulaires (Desprez et al., 2007; Bischoff et al., 2011).
    • Les CSC (étiquettes par la GFP) migrent dans le plasmalemme propulsés par la polymérisation des glucanes (Desprez et al., 2007; Crowell et al., 2009).
    • Les microtubules modulent le pattern d’insertion, les trajectoires et la vitesse des CSC dans le plasmalemme et leur internalisation, mais ne sont pas nécessaires à leur insertion ou leur mobilité dans le plasmalemme en soi (Crowell et al., 2009; Bischoff et al., 2011).
    • La phosphorylation d’au moins un isoforme (CESA5) contrôle la mobilité des CSC dans le plasmalemme à travers l’interaction avec les microtubules. Le phytochrome régule directement ou indirectement cette interaction (Bischoff et al., 2011).
    • Les CSC sont ciblés par l'herbicide isoxaben. Des mutations dans les protéines CESA6 ou CESA3 confèrent une résistance à l'isoxaben (Desprez et al., 2002; Desprez et al., 2007).
    • Une endo-ß-1,4-glucanase, KOR est également nécessaire pour la synthèse de cellulose et fait partie du CSC. L'étape où l'enzyme intervient reste à être déterminée (Robert et al., 2005).
    • Une protéine sécrétée homologue à une chitinase basique (POM1) (Mouille et al., 2003) et une protéine membranaire (KOB1) (Pagant et al., 2002) avec un domaine « glycosyle transférase putatif » sont également impliquées dans la synthèse de cellulose.

     

    Figure 1 : Visualisation du dépôt de cellulose en temps réel à travers des complexes cellulose synthase portant une étiquette fluorescente GFP. La surface d’une cellule épidermique exprimant GFP-CESA3 est montrée (gauche). Chaque point correspond à un CSC individuel dans le plasmalemme. Une projection dans le temps montre les trajectoires des CSC pendant qu’ils extrudent les microfibrilles de cellulose (milieu). Ces microfibrilles sont visibles dans la paroi par microscopie à balayage à émission de champs (droite).



    Pectines :

    Les pectines  sont des polysaccharides acides caractéristiques des parois des plantes terrestres et des Charophycées. Elles contiennent l’acide galacturonique (GalA) et sont synthétisées sous forme hautement méthylestérifiée dans l’appareil de Golgi. La dé-méthylesterification contrôlée permet de faire varier dans l’espace et dans le temps les propriétés physicochimiques de la paroi. Ainsi,  elle intervient dans de nombreux processus biologiques, comme le dépôt de la cellulose, la croissance et l’adhésion cellulaire, la phyllotaxie, la fécondation, la maturation des fruits, l’interaction avec des pathogènes, la réponse aux stress abiotiques, l’assemblage de la paroi secondaire, etc.

    Nous étudions des suppresseurs de mutants déficients pour la synthèse d’homogalacturonan (Bouton et al., 2002; Mouille et al., 2007; Ralet et al., 2008) pour étudier le rôle de ce polymère dans l’adhésion cellulaire, l’hydratation de la paroi et le développement de la plante. Par ailleurs, nous étudions la dé-méthylesterification. Dans ce contexte nos objectifs sont (1) de comprendre le contrôle de la dé-méthylestérification ; le rôle et la spécificité des différentes pectine méthylestérases (PME) et PME-Inhibiteurs (PMEI) (Wolf et al., 2009; Pelletier et al., 2010; Guenin et al., 2011) ; (2) l’impact de la dé-méthylestérification sur le métabolisme des pectines et les propriétés mécaniques de la paroi (approche microscopie à force atomique, AFM) (Peaucelle et al., 2008; Peaucelle et al., 2011b; Peaucelle et al., 2011a; Peaucelle et al., 2012) ; (3) la signalisation par rétro-action impliquant les pectines (récepteurs pectines ou oligosaccharides) (Hematy et al., 2007; Hematy and Hofte, 2008; Wolf et al., 2012b).

    La coordination de la synthèse de la paroi avec l’élongation cellulaire :

    Une des questions des plus intrigantes en biologie végétale est comment la paroi primaire peut être à la fois forte et extensible. Nous utilisons l’hypocotyle d’Arabidopsis pour étudier le rôle des modifications dans la paroi dans le contrôle de la croissance. Dans ce contexte, nous avons identifié des mécanismes contrôlant l’intégrité de la paroi, qui font intervenir des récepteurs qui lient des sucres dans la paroi et qui signalisent soit l’arrêt de la croissance à travers la stimulation de l’accumulation de ROS (Hematy et al., 2007; Hematy and Hofte, 2008; Wolf et al., 2012b), soit l’accumulation de pectines de-méthylestérifiées à travers l’activation de la voie de signalisation des brassinostéroides (Wolf et al., 2012a).

     

    Film : Analyse cinématique de la croissance de hypocotyle d’Arabidopsis. Une plantule poussant sous la lumière infrarouge est montrée. La zone de croissance est visualisée par des couleurs représentant la déformation locale (du rouge au bleu : du rapide au lent) (Renaud Bastien).

     

     


Publications représentatives :


Van der Does, D., Boutrot, F., Engelsdorf, T., Rhodes, J., McKenna, J.F., Vernhettes, S., Koevoets, I., Tintor, N., Veerabagu, M., Miedes, E., Segonzac, C., Roux, M., Breda, A. S., Hardtke, C. S., Molina, A., Rep, M., Testerink, C., Mouille, G., Hofte, H., Hamann, T., Zipfel, C. (2017). The Arabidopsis leucine-rich repeat receptor kinase MIK2/LRR-KISS connects cell wall integrity sensing, root growth and response to abiotic and biotic stresses. PLoS Genet 13, e1006832.

Bastien, R., Legland, D., Martin, M., Fregosi, L., Peaucelle, A., Douady, S., Moulia, B., and Hofte, H. (2016). KymoRod: a method for automated kinematic analysis of rod-shaped plant organs. Plant J 88, 468-475.

Hu, Z., Vanderhaeghen, R., Cools, T., Wang, Y., De Clercq, I., Leroux, O., Nguyen, L., Belt, K., Millar, A.H., Audenaert, D., Hilson, P., Small, I. D., Mouille, G., Vernhettes, S., Van Breusegem, F., Whelan, J., Hofte, H., De Veylder, L. (2016). Mitochondrial Defects Confer Tolerance against Cellulose Deficiency. Plant Cell. 28, 10.1105/tpc.16.00540

Peaucelle, A and Couder, Y. (2016). Fibonacci spirals in a brown alga [Sargassum muticum (Yendo) Fensholt] and in a land plant [Arabidopsis thaliana (L.) Heynh.]: a case of morphogenetic convergence.  Acta Societatis Botanicorum Poloniae85.4

Fleury, V., Murukutla, A.V., Chevalier, N.R., Gallois, B., Capellazzi-Resta, M., Picquet, P. and Peaucelle, P. (2016). Physics of amniote formation. Physical Review. 94, 022426.

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Gonneau, M., Desprez, T., Guillot, A., Vernhettes, S., and Hofte, H. (2014). Catalytic subunit stoichiometry within the cellulose synthase complex. Plant Physiol 166, 1709-1712.

Marriott, P.E., Sibout, R., Lapierre, C., Fangel, J.U., Willats, W.G., Hofte, H., Gomez, L.D., and McQueen-Mason, S.J. (2014). Range of cell-wall alterations enhance saccharification in Brachypodium distachyon mutants. Proc Natl Acad Sci U S A 111, 14601-14606.

Miart, F., Desprez, T., Biot, E., Morin, H., Belcram, K., Hofte, H., Gonneau, M., and Vernhettes, S. (2014). Spatio-temporal analysis of cellulose synthesis during cell plate formation in Arabidopsis. Plant J 77, 71-84.

Timpano, H., Sibout, R., Devaux, M.-F., Alvarado, C., Looten, R., Falourd, X., Pontoire, B., Martin, M., Legée, F., Cézard, L., Lapierre, C., Badel, E., Citerne, S., Vernhettes, S., Höfte, H., Guillon, F., Gonneau, M. (2014). Brachypodium Cell Wall Mutant with Enhanced Saccharification Potential Despite Increased Lignin Content. BioEnergy Research 8, 53-67.

Vain, T., Crowell, E.F., Timpano, H., Biot, E., Desprez, T., Mansoori, N., Trindade, L.M., Pagant, S., Robert, S., Hofte, H., Gonneau, M. Vernhettes, S. (2014). The Cellulase KORRIGAN Is Part of the Cellulose Synthase Complex. Plant Physiol 165, 1521-1532.

Wolf, S., and Hofte, H. (2014). Growth Control: A Saga of Cell Walls, ROS, and Peptide Receptors. Plant Cell 26, 1848-1856.

Wolf, S., van der Does, D., Ladwig, F., Sticht, C., Kolbeck, A., Schurholz, A.K., Augustin, S., Keinath, N., Rausch, T., Greiner, S., Schumacher, K., Harter, K., Zipfel, C., Hofte, H. (2014). A receptor-like protein mediates the response to pectin modification by activating brassinosteroid signaling. Proc Natl Acad Sci U S A 111, 15261-15266.

Dalmais, M., Antelme, S., Ho-Yue-Kuang, S., Wang, Y., Darracq, O., d'Yvoire, M.B., Cezard, L., Legee, F., Blondet, E., Oria, N., Troadec, C., Brunaud, V., Jouanin, L., Hofte, H., Bendahmane, A., Lapierre, C., Sibout, R. (2013). A TILLING Platform for Functional Genomics in. PLoS ONE 8, e65503.

Wolf, S., Hematy, K., and Hofte, H. (2012). Growth control and cell wall signaling in plants. Annu Rev Plant Biol 63, 381-407.

Wolf, S., Mravec, J., Greiner, S., Mouille, G., and Hofte, H. (2012). Plant Cell Wall Homeostasis is Mediated by Brassinosteroid Feed-back Signalling. Current Biology 18, 1732-7.

Crowell EF, Timpano H, Desprez T, Franssen-Verheijen T, Emons AM, Hofte H, Vernhettes S. 2011. Differential regulation of cellulose orientation at the inner and outer face of epidermal cells in the Arabidopsis hypocotyl. Plant Cell 23: 2592-605

Peaucelle A, Braybrook SA, Le Guillou L, Bron E, Kuhlemeier C, Hofte H. 2011. Pectin-induced changes in cell wall mechanics underlie organ initiation in Arabidopsis. Current Biology, 21 : 1720-1726.

Bischoff V, Desprez T, Mouille G, Vernhettes S, Gonneau M, Hofte H. 2011. Phytochrome regulation of cellulose synthesis in Arabidopsis. Current Biology, 21 : 1821-1827.

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